PLoS ONE: Insectenetende Bats Digest chitine in de maag met behulp van Zure Mammalian Chitinase

Abstract

Het maagdarmkanaal van dieren is aangepast aan hun primaire bron van voedsel aan het gebruik van hulpbronnen en energie-inname te optimaliseren. Gematigde vleermuissoorten voeden zich voornamelijk met geleedpotigen. Deze bevatten de energierijke koolhydraten chitine, dat niet verteert de endogene enzymen van een typische zoogdierlijke maagdarmkanaal. Toch moet het maagdarmkanaal van vleermuissoorten aangepast aan hun dieet en kunnen chitine verteren. Onze hypothese was dat (i) Europees vespertilionid bat species de verteringsenzymen chitinase en (ii) het chitinolytische activiteit in de darm, zoals gevonden Noordamerikaanse vleermuissoorten. Het maagdarmkanaal van de zeven soorten vleermuizen ( Pipistrellus pipistrellus
, Plecotus auritus
, Myotis bechsteinii
, Myotis nattereri
, Myotis daubentonii
, Myotis myotis, Kopen en Nyctalus leisleri
) werden getest op chitinolytische activiteit door diffusie assay. Maagdarmkanaal van P. pipistrellus
, P. auritus
, M. nattereri
, M. myotis, Kopen en N. leisleri
werden onderzocht op zure zoogdieren chitinase door western blot analyse. Weefsel secties van het maagdarmkanaal van P. pipistrellus
werden immunohistochemisch geanalyseerd om de zure zoogdieren chitinase lokaliseren. Chitinolytische activiteit werd gedetecteerd in de magen van alle soorten vleermuizen. Western blot analyse bevestigde de zure zoogdieren chitinase in de maag monsters. Immunohistochemie van de P. pipistrellus
maagdarmkanaal aangegeven die zuur zoogdieren chitinase bevindt zich in de maag chief cellen aan de basis van de maagklieren. Concluderend Europese vespertilionid knuppel species zure zoogdieren chitinase dat wordt geproduceerd in de maag klieren van de maag. Daarom is het maagdarmkanaal van insectenetende soorten vleermuizen geëvolueerd een enzymatische aanpassing aan hun dieet

Visum:. Strobel S, Roswag A, Becker NI, Trenczek TE, Encarnação JA (2013) Insectenetende Bats Digest chitine in de maag met behulp van zure Mammalian Chitinase. PLoS ONE 8 (9): e72770. doi: 10.1371 /journal.pone.0072770

Editor: François Blachier, Nationaal Instituut voor Landbouwkundig Onderzoek, Frankrijk

Ontvangen: 26 maart 2013; Aanvaard: 12 juli 2013; Gepubliceerd: 3 september 2013

Copyright: © 2013 Strobel et al. Dit is een open-access artikel gedistribueerd onder de voorwaarden van de Creative Commons Attribution License, die onbeperkt gebruik, distributie en reproductie maakt in elk medium, op voorwaarde dat de oorspronkelijke auteur en de bron worden gecrediteerd

Financiering:. De auteurs hebben geen steun of financiering aan te melden

Competing belangen:.. de auteurs hebben verklaard dat er geen tegenstrijdige belangen bestaan ​​

Introductie

Dieren hebben in te nemen en te verteren voedsel te zorgen voor de continue werking van hun interne metabolisme door het bedekken, bijvoorbeeld, hun energie, eiwitten en vitamine eisen [1]. De meerstaps verteringsproces omvat mechanische, chemische en enzymatische stappen voor het omzetten van voedingsstoffen [2]. Vleermuissoorten hebben een hoge massa-specifieke energie vraag vanwege hun geringe omvang en de mogelijkheid om actief te vliegen [3], [4]. In vliegende dieren, voedsel moet snel worden verwerkt om de vraag naar energie veroorzaakt door een verhoogde massale vlucht [2] te verminderen. Europese vleermuissoorten hebben een dieet voornamelijk bestaande uit geleedpotigen [5]. Ze hebben korte verblijftijden [6], maar een hoog rendement spijsvertering [7]. Dit suggereert dat de gastrointestinale (GI) stelsel sterk aangepast aan hun dieet omdat het snel en grondig verteert geleedpotigen. Daarom kan worden gesteld dat de Europese vleermuissoorten afhangen van geleedpotigen specifieke spijsverteringsenzymen. Sinds geleedpotigen bestaan ​​uit maximaal 75% chitine (energie-inhoud 21,2 kJ /g, [8]), is het zeer aannemelijk dat vleermuissoorten in staat zijn om chitinous materiaal te verteren, zoals is aangetoond in andere gewervelde dieren zoals de Europese groene hagedis ( Lacerta viridis
), de gemeenschappelijke merel ( Turdus merula
) en de rode vos ( vulpes vulpes
) [9], [10].

Chitine kan worden afgebroken door chitinasen (EC 3.2.1.14) en enkele lysozymen (EC 3.2.1.17) [11], [12]. In zoogdieren zijn slechts twee chitinasen geïdentificeerd: chitotriosidase en zure zoogdieren chitinase (AMCase) [13], die beide worden geclassificeerd als endochitinases [14]. Chitotriosidase wordt voornamelijk uitgescheiden door fagocyten en handelingen tegen chitine bevattende ziekteverwekkers [15]. AMCase tot nu toe alleen geïdentificeerd bij muizen (Mus musculus), makaken (Macaca fascicularis) en mensen [16], [17]. Het wordt sterk tot expressie gebracht in de maag en de longen, hetgeen een dubbele spijsvertering en immunologische functie [16], [17]. Chitinolytische activiteit kan ook afkomstig zijn van endogene enzymen, ingenomen voedingsmiddel in het maagdarmkanaal, of enzymen die door micro-organismen [18], [19].

chitinolytische activiteit in het maagdarmkanaal is in verscheidene insectenetende vleermuissoorten [8], [9]. Er is echter geen kennis over het bijbehorende enzym. Jeuniaux [9] geverifieerd chitinolytische activiteit in het maag-darmkanaal van de Rhinolophus ferrumequinum
, een Europese vleermuissoorten van de familie Rhinolophidae. Whitaker et al. [8] aangetoond chitinolytische activiteit in het maag-darmkanaal van de Noord-Amerikaanse vespertilionid vleermuissoorten van de geslachten Myotis
, Eptesicus
, Nycticeius
, Lasiurus
Pipistrellus Kopen en Lasionycteris
. Ze isoleerden chitinase-producerende bacteriestammen uit de darm als bron voor de chitinolytische activiteit. In tegenstelling Jeuniaux [9] aanwijzingen gevonden voor chitinolytische activiteit in de maag slijmvlies van de maag van de Rhinolophus ferrumequinum
terwijl de darm vertoonde geen chitinolytische activiteit. Echter, Buchholz, Wells & Conaway [20] konden geen chitinase te detecteren in de insectenetende vleermuissoorten Pipistrellus subflavus Kopen en Myotis grisescens
. Daarnaast chitinasen, lysozymen sommige kunnen chitine [11], [12] te lossen. Bijvoorbeeld, Phillips, Weiss & Tandler [21] ontdekt lysozym in speekselklieren van insectenetende vleermuissoorten en gespeculeerd dat het zou kunnen fungeren als een chitinolytische enzym in het speeksel. Echter, lysozymen voornamelijk antibacterieel en vormen een belangrijk onderdeel van het immuunsysteem [22] of digestie van bacteriën in herkauwers [12].

We veronderstellen dat (i) Europees insectenetend vleermuis soorten van de familie Vespertilionidae bezitten chitinolytische activiteit in het maag-darmkanaal, zoals is aangetoond voor de Noord-Amerikaanse insectenetende vleermuissoorten [8] en één Europese vleermuissoorten van de familie Rhinolophidae [9] en (ii) de chitinolytische activiteit is gelegen in de darm, zoals is geweest getoond in Noord-Amerikaanse soorten [8]. In deze studie hebben we gelegen chitinolytische activiteit en identificeerde de bijbehorende enzym als AMCase met behulp van een enzym assay, immunoblotting en immunohistochemie.

Materialen en methoden

Ethics statement

Alle individuen gebruikt in deze studie overleed op vrijwillige revalidatiecentra voor vleermuizen. Ze werden door vrijwilligers geleverd zonder enige vorm van terugbetaling. Volgens de Duitse Animal Welfare Act (TschG §4 (3)) en de Federal Natuurbeschermingswet (BNatSchG § 45 (4)) geen toestemming nodig om te werken aan karkassen. De maag muis was een overblijfsel van een studie van het Instituut voor Anatomie en Celbiologie van het Justus-Liebig-universiteit van Giessen, die door de regionale raad (nr V54-19C20 /15C Giessen 20/23 400AZ) werd goedgekeurd. Geen enkel dier werd gedood in het kader van deze studie.

Tissue opslag

De karkassen werden onmiddellijk opgeslagen na de dood bij -20 ° C. Vleermuizen werden afgeleverd op het ijs wil zeggen bevroren op de universiteit van Giessen. De karkassen werden gedurende maximaal zes maanden bij -80 ° C tot weefselpreparaat. Macro- en microscopische observaties geverifieerd de zeer goede conservering van organen en cellen die enzymatische en histologische onderzoeken van de weefsels mogelijk gemaakt.

Tissue voorbereiding

De karkassen van zeven insectenetende vleermuissoorten zonder enig teken van verrotting ( Pipistrellus pipistrellus
( n
= 14), Plecotus auritus
( n
= 3), Myotis bechsteinii
( n
= 1), Myotis nattereri
( n
= 3), Myotis daubentonii
( n
= 2) Myotis myotis
( n
= 1) en Nyctalus leisleri
( n
= 1)) werden gebruikt in deze studie (tabel 1) . Na opening van de buikwand werd het maagdarmkanaal verwijderd, gewassen met 0,9% NaCl en gedroogd op filtreerpapier. Het maagdarmkanaal werd verdeeld in de slokdarm, maag, duodenum, jejunum /ileum, ileum /dikke darm en colon /rectum na Ishikawa et al. [23] en gewogen op een digitale weegschaal (EW2200-2NM, nauwkeurigheid: 0,01 g; Kern & Sohn GmbH, Balingen, Duitsland). Bovendien, de maag van een Mus musculus
(stam C57BL /6, Black 6; n
= 1). Werd gebruikt als een positieve controle voor AMCase detectie door western blotting

Voorbereiding van oplosbare proteïne fracties

maagdarmstelsel segmenten van niet-vaste, verse exemplaren van P. pipistrellus
( n
= 11), P. auritus
( n
= 3), M. bechsteinii
( n
= 1), M. nattereri
( n
= 3), M. daubentonii
( n
= 2), M. Myotis
( n
= 1) en N. leisleri
( n
= 1) en de maag van de M. musculus
individueel werden vermalen in een mortier en een stamper met extra zuiver zeezand (Merck, Duitsland) en 0,9% NaCl (gestandaardiseerde weefsel hoeveelheid: 1 ml per 100 mg weefsel). De homogenaten werden overnacht geïncubeerd bij 4 ° C [10] en vervolgens gecentrifugeerd (20 minuten, 3500 g, 4 ° C). De supernatanten werden bij -20 ° C bewaard tot verdere analyse

Bepaling van chitinolytische activiteit

Om chitinolytische activiteit te meten, agarosegel platen werden bereid zoals beschreven door Zou, Nonogaki &.; Welbaum [24] met enige modificaties. Fosforzuur gezwollen chitine werd bereid door 10 g chitine uit krab shells (Roth, Duitsland) met 100 ml 85% fosforzuur en gedurende 48 uur bij 4 ° C. Vervolgens werd 2 L koud leidingwater toegevoegd en de verkregen koek werd gewassen tot pH 6,5 werd bereikt [25], [26]. Agar (1,6%) werd opgelost in incubatiebuffer (pH 5,0) [24] in een magnetron en afgekoeld tot 50-60 ° C. Daarna het fosforzuur gezwollen chitine (0,5%) werd toegevoegd en 10 ml van deze suspensie werd gepipetteerd in 85 mm petrischalen. Na polymerisatie werden 4-mm diameter putjes perforeren in de agarose gel stukken werden verwijderd met een waterstraalpomp

gevriesdroogde poeder standaard chitinase van Serratia marcescens
(5 U.; Sigma-Aldrich, Duitsland) werd opgelost in 1 mL incubatiebuffer als de standaard voorraadoplossing. Een bekende concentratie van standaard chitinase werd toegevoegd aan elke plaat als referentie en incubatiebuffer werd gebruikt als negatieve controle. Eerst, 6 pi monsters van elke oplossing werden gepipetteerd per well, waarna de platen werden gedurende 20 minuten bij kamertemperatuur om monsters diffunderen in de agar. Vervolgens werd een extra monster L aan elk putje toegevoegd en de platen werden geïncubeerd bij kamertemperatuur gedurende 20 min, gevolgd door incubatie bij 37 ° C gedurende 20 uur. Agarose platen werden vervolgens gekleurd met 0,1% calcofluor (Calcofluor Brightener M2R, Sigma, MO, USA) gedurende 10 minuten en gewassen met gedestilleerd water gedurende 2 uur. Lytische zones werden gevisualiseerd met behulp van UV-transilluminatie en vervolgens gefotografeerd. Diameters van lytische zones werden gemeten met behulp van GIMP (versie 2.6.11; www.gimp.org). Met behulp van een verwijzing verdunningsreeks van de chitinase voorraad oplossing met incubatiebuffer enzymactiviteiten werden berekend door de zone diameter versus logaritme van de concentratie en de variatie tussen de platen werden aangepast aan de interne chitinase normen die worden gebruikt op elke petrischaal.

Om de enzymatische activiteit te analyseren bij verschillende pH-waarden werden gelplaten bereid zoals hiervoor maar met verschillende pH-waarden (pH 4,0, pH 5,0, pH 6,0, pH 7,0 en pH 8,0). Supernatanten van de maag, duodenum, jejunum /ileum, ileum /dikke darm en colon /rectum van een individu van P. pipistrellus
werden gebruikt. De lytische zones werden zichtbaar gemaakt met UV-transilluminatie en geanalyseerd zoals hiervoor. Bovendien pH van het maagdarmkanaal gedeelten van vijf personen van P. pipistrellus
werden gemeten met behulp-multicolor gecodeerde pH-papier (pH 0,0-6,0: Acilit, nauwkeurigheid 0,5; pH 6,5-10,0: Special Indicator, nauwkeurigheid 0,3; Merck).

Expressie van chitinase in het maag-darmkanaal

Western blotanalyse.

Western blotting werd uitgevoerd voor het identificeren en lokaliseren biochemisch chitinase in het maag-darmkanaal van de Europese vleermuissoorten en chitinolytische activiteit veroorzaakt door lysozymes uit te sluiten. Supernatanten van weefselmonsters van zes soorten vleermuizen (maagdarmkanaal sectie monsters (maag, twaalfvingerige darm, jejunum /ileum, ileum /dikke darm en dikke darm /rectum). P pipistrellus
( n
= 2 ), P. auritus
( n
= 2), M. nattereri
( n
= 1), M. myotis
( n
= 1) en N leisleri
( n
= 1), extra maag monsters:.. P pipistrellus
( n
= 9), M. nattereri
( n
= 1), M. daubentonii
( n
= 2)) en de maag van een M. musculus en gebruikte als positieve controle [27] onderworpen aan natriumdodecylsulfaat-polyacrylamide elektroforese (SDS-PAGE) (Laemmli [28] gewijzigd na Sambrook, Fritsch & Maniatis [29]).

supernatanten van elk 750 ug weefsel werden gedurende 3 minuten gemengd 01:01 in 2 x SDS-gel-laadbuffer en verwarmd tot 95 ° C. Van elk monster werd 15 pl aan een 12% oplossing gel en 5% stacking gel. Elektroforese werd uitgevoerd onder reducerende omstandigheden op een spanning van 100 V. De gescheiden eiwitten werden geëlektroblot gedurende 1 uur uitgevoerd bij een constante stroom van 0,8 mA /cm ^{2 op PVDF membranen. De blots werden geblokkeerd met 5% magere melkpoeder in Tris gebufferde zoutoplossing (TBS, pH 7,5) bevattende 0,1% Tween 20 (Roth) gedurende 1 uur voorafgaande incubatie met een konijn polyklonaal antilichaam gericht tegen het N-terminale zure chitinase ( AVIVA Systems Biology, CA, USA, verdund 1:1000 in TBS bevattende 1% BSA) bij 4 ° C overnacht. Na wassen met TBS bevattende 0,05% Tween 20 en 0,1% BSA werden de membranen geïncubeerd gedurende 1 uur met alkalische fosfatase geconjugeerd geiten polyklonaal antilichaam tegen konijnen IgG (H & L) (Roth, anti konijn-AP 4751; verdund 1:7500 in TBS bevattende 1% BSA). De blots werden viermaal gewassen en binding van antilichaam werd zichtbaar gemaakt door incubatie met bromochloroindoyl fosfaat (Bethesda Research Laboratories, MD, USA) en nitroblauwtetrazolium substraat (Biotech Trade & Service GmbH, Duitsland) volgens Harlow en Lane [30]}

Immunohistochemie.

Om AMCase op cellulair niveau te lokaliseren, werd immunohistochemische analyse uitgevoerd op maagdarmkanaal segmenten van P. pipistrellus
( n
= 3). Het maagdarmkanaal delen werden gefixeerd in 4% paraformaldehyde in fosfaat gebufferde zoutoplossing (pH 7,0) gedurende 24 uur voordat ze werden gewassen 4 x 1 uur met TBS. Vervolgens werden gedehydrateerd in een gegradeerde ethanolreeks (30%, 50%, 70%, 90%, 100%) en tenslotte in paraffine ingebed weefsel blokken. De paraffineblokken werden gesneden in secties van 4-9 urn dik met een slede microtoom (Leitz, Duitsland) en werden overnacht gedroogd. Toegankelijke antigeenbindingsplaatsen te krijgen, werden weefselcoupes voorverteerd met pepsine (Sigma) na Goto et al. [27]. De secties werden gewassen met 0,01% Tween 20 in TBS. Niet-specifieke plaatsen werden geblokkeerd met 5% geit serum (Merck) in 3% BSA (Applichem, Duitsland). De secties werden blootgesteld aan het konijn polyklonaal antilichaam gericht tegen het N-terminale zure chitinase (AVIVA Systems Biology, verdund 1:200 in TBS bevattende 1% BSA) in een vochtige kamer. Ongebonden antilichamen werden verwijderd door wassen met TBS, vóór het secundaire antilichaam (ChromeoTM 546, Abcam, UK, verdund 1:2500 in 0,5% BSA in TBS) werd toegepast. Voor nucleaire tegenkleuring secties werden geïncubeerd met 0,05% 4 ', 6-diamidino-2-phenylindole (DAPI) (Applichem). Na een laatste spoeling met TBS, werden de coupes gemonteerd 1,4-diazabicyclo [2.2.2] octaan oplossing (DABCO) (Sigma). Voor het regelen van autofluorescentie en bindingsspecificiteit van de antilichamen werden de coupes behandeld met fluoresceïne isothiocyanaat (FITC) gemerkt secundair antilichaam zonder primair antilichaam. De secties werden geëvalueerd met behulp van een fluorescentiemicroscoop (Olympus BX60 F-3, Olympus Optical Co LTP, Duitsland).

Resultaten

chitinolytische activiteit

We konden chitinolytische detecteren activiteit in de maag monsters van alle personen (bijvoorbeeld fig. 1) en in de colon /rectum monster één, M. myotis, M. nattereri Kopen en N. leisleri
elke (tabel 2). Nr chitinolytische activiteit kan worden gemeten in het duodenum, jejunum /ileum of ileum /colon monsters. Het chitinolytische activiteit in het maag monsters was het hoogst tussen pH 5,0 en pH 6,0 (Fig. 2). Ondersteunen onze vorige resultaten, werd geen chitinolytische activiteit gedetecteerd in de andere gebieden van het maagdarmkanaal, ongeacht de pH. De gemiddelde pH-waarde van het maag-darmkanaal van de P. pipistrellus
( n
= 5) was 5,6 ± 0,2 in de maag, 7,0 ± 0,3 in het duodenum, 7,1 ± 0,2 in het jejunum /ileum, 7,0 ± 0,2 in het ileum /colon en 7,0 ± 0.5 in de dikke darm /endeldarm.

Expressie van chitinase in het maagdarmkanaal

Western blot analyse van de M. musculus
maag vertoonde een karakteristieke band bij een relatief moleculair gewicht van 46 k, waaruit de aanwezigheid van AMCase. Bovendien, in alle maag monsters van P. pipistrellus, P. auritus, M. nattereri
, M. myotis
en N. leisleri
een duidelijke eiwitband bij 46 k werd geïdentificeerd (voor representatieve western blot beelden, zie fig. 3 voor Pipistrellus
en fig. 4 voor Plecotus, Myotis Kopen en Nyctalus
). Deze eiwitband werd niet gedetecteerd in de slokdarm, duodenum, jejunum /ileum, ileum /of colon colon /rectum monsters van de vleermuissoorten (fig. 3). Alle immunohistochemische resultaten werden gecontroleerd voor autofluorescentie en niet-specifieke binding van de secundaire FITC-gekoppeld antilichaam. Maag secties waren positief voor anti-AMCase antilichaam labeling, terwijl in de slokdarm, twaalfvingerige darm, jejunum /ileum, ileum /dikke darm en dikke darm /endeldarm secties geen binding werd gedetecteerd. In de maag secties, werd anti-AMCase labeling beperkt tot de bodem van de maagklieren langs het maagslijmvlies rondom de DAPI gekleurde celkernen (Fig. 5).

Discussie

De hypothese dat de Europese insectenetende vleermuissoorten van de familie Vespertilionidae de verteringsenzymen chitinase. Deze hypothese werd bevestigd door de aanwezigheid van chitinolytische activiteit in de maag van de onderzochte soorten. Verder is een echte chitinase, bijzonder AMCase kan worden biochemisch geïdentificeerd in alle monsters maag. Actieve chitinasen zijn gemeenschappelijk en geconserveerd onder zoogdieren [14]. Echter, de locatie en functie van de AMCase verschillen tussen soorten en niet volledig opgelost [31].

Verder hebben we de hypothese dat de chitinolytische activiteit in de darm, vooral in de dunne darm, aangezien het de plaats waar de belangrijkste enzymatische vertering en absorptie plaatsvindt [32]. Onze resultaten hebben deze hypothese niet bevestigd als chitinolytische activiteit voornamelijk gelokaliseerd in de maag en drie individuen met lage activiteit in de colon /rectum. De hoge variabiliteit van de chitinolytische activiteit van de onderzochte personen kan worden veroorzaakt door het variëren van de spijsvertering van mensen op het moment van overlijden. Dit wordt ondersteund door verschillende hoeveelheden voedsel te vinden in de GI traktaten. Het chitinolytische activiteit in maag monsters maar niet in colon /rectum monsters kunnen naar de activiteit van de AMCase en niet op een lysozyme door western-blotting worden getraceerd. De activiteit van bat AMCase was optimaal tussen pH 5,0 en pH 6,0. Deze pH-waarden zijn vergelijkbaar met de zure milieu in de maag van insectenetende vleermuissoorten zoals gemeten in de huidige studie en gerapporteerd door Naumova en Zharova [33]. Dit is een eerste indicatie voor de biologische relevantie van AMCase tijdens de spijsvertering in dit deel van het maagdarmkanaal. Echter, verdere experimenten zoals spijsvertering efficiëntie proeven worden uitgevoerd om te testen of de activiteit van AMCase een biologische betekenis chitine spijsvertering vormt. AMCase heeft een dubbele functie bij immuniteit en vertering van chitine bevattende organismen [34], [35]. Zo wordt menselijke AMCase niet aangepast aan de zure omgeving in de maag, in tegenstelling tot de AMCase in muizen [31]. De maag AMCase van M. musculus
bevat aminozuursubstituties die noodzakelijk zijn voor de aanpassing aan het zure milieu van de maag [31]. Bovendien Boot et al. [17] aangetoond dat de AMCase mRNA van M. musculus
is alleen te vinden in de maag. Als deze aminozuursubstituties in de AMCase vleermuissoorten zijn nog worden getoond.

De immunohistochemische resultaten van deze studie ondersteunen de lokalisatie van AMCase in de maag van vleermuissoorten, met name in de maagklieren van het slijmvlies . Bovendien vonden we dat het enzym in of rond de voornaamste cellen aan de onderkant van de maagklieren, zoals eerder werd aangetoond voor de maag AMCase van M. musculus
[27], [31], [34]. Chief cellen scheiden spijsverteringsenzymen [36] die zich in de talrijke cytoplasmatische korrels [37]. Een gemeenschappelijk enzym dat door deze maag celtype pepsinogeen, een voorloper van het proteolytische enzym pepsine [38]. Goto et al. [27] aangetoond dat de productielocatie van de maag AMCase van M. musculus
in deze secretoire granules. Daarom is het zeer waarschijnlijk dat AMCase ook wordt uitgescheiden door de maag chief cellen vleermuissoorten. Dit in tegenstelling tot de resultaten van Whitaker et al. [8], die verklaarde dat chitinase in BBT stof wordt geproduceerd door chitinase-producerende bacteriestammen (vooral van de familie Enterobacteriaceae) in de darm. Het is bekend dat darmbacteriën produceren chitinase hun eigen voedingsbehoeften [39] voldoen. Echter, chitinase-producerende enterobacteriën ook in de GI stukken zoogdieren die niet voeden chitinous materiaal [19]. Dit suggereert dat er geen nauw verband bestaat tussen chitine spijsvertering en chitineolytisch bacteriën. In deze studie werd vanaf chitinolytische activiteit gemeten in de darmen van enkele individuen en geen AMCase kon worden gedetecteerd wanneer het scheiden van de darmen van de maag. Deze incidentele chitinolytische activiteit kan worden verklaard door het transport van de AMCase in de maag in de darm met het voedsel, zoals beschreven door Suzuki et al. [34] en Boot et al. [17]. Bovendien kan de lage chitinolytische activiteit in de darmen veroorzaakt door chitinase-producerende enterobacteriën [8]. Toch zou kwantificering van deze bacteriën nodig zijn om de participatie in chitine spijsvertering door deze symbionten te controleren. Het is daarom aannemelijk dat chitine in insektivoor knuppelspecies wordt gedigereerd door een combinatie van endogene en chitinase AMCase maag uitgescheiden door darmbacteriën, zoals M gesuggereerd. musculus
[17]. Deze studie toont duidelijk aan dat de Europese insectenetende vleermuizen van de familie Vespertilionidae de verteringsenzymen AMCase. We toonden aan dat dit enzym actief is en in de maag, met name in en rond de voornaamste cellen aan de basis van de maagklieren.

Acknowledgments

Wij danken E. Mühlbach, R. Keil , N. Dittrich en S. Wiegand voor de dierlijke monsters en Y. Kühnel, C. von Bredow, A. Diebel en de zoogdieren Ecology Group voor hun hulp.

• PLoS ONE: Sonic Hedgehog Bemiddelt de verspreiding en rekrutering van getransformeerde mesenchymale stamcellen naar het Stomach
• PLoS ONE: Voorwaardelijke Expressie van Wnt9b in Six2-positieve cellen verstoort de maag en Kidney Function